Sellner, B.R. 1997: Ein kleiner Blick in die Welt der Bakterien - Biologische Stoffwechselvorgänge im Aquarium am Beispiel der Stickstoffoxidation (Nitrifikation). D. Aqu. u. Terr. Z. (DATZ). Teil 1 11: 742-744. Teil 2 12: 802-806. Teil 3 2: 120-121.

Ein kleiner Blick in die Welt der Bakterien
- Teil 2: Biologische Stoffwechselvorgänge im Aquarium am Beispiel der Stickstoffoxidation (Nitrifikation) -

Inhalt:

Einleitung

Vorkommen und Bedeutung von Stickstoffverbindungen

Physikalische und chemische Verfahren zur Entfernung

Physiologie der stickstoffoxidierenden Mikroorganismen

Tipps zur optimalen Nitrifikation in Aquariensystemen

Literatur

 

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von Beate R. Sellner

Einleitung

Der erste Teil meiner gleichnamigen Ausführung bezog sich, angesichts der großen Vielfalt der Bakterienarten und der unermesslichen Individuenzahl, die auch in den Süß- und Meerwasseraquarien relevant sind, hauptsächlich auf die allgemeine morphologische Gestalt, die Vermehrung, diverse Wachstumstrategien und Ernährungstypen sowie einige biologische Stoffwechselaktivitäten (Sellner 1996). Was unter dem biologischen Stoffwechselprozess der Ammoniumelimination verstanden wird und welche Möglichkeiten wir haben, diesen speziellen Vorgang in unseren Aquariensystemen gezielt einzusetzen oder zu unterstützen, soll in diesem Artikel näher dargestellt werden.

Vorkommen und Bedeutung von Stickstoffverbindungen

Abb. 1: Biologische Umsetzung der wichtigsten Stickstoffverbindungen in der Natur

Ein in der Natur häufig vorkommendes und für alle Lebewesen existentielles Element ist der Stickstoff (chemische Abkürzung = N). Stickstoff ist wichtiger Bestandteil organischer Verbindungen wie z.B. Proteine, Enzyme und Aminosäuren und an deren Aufbau maßgeblich beteiligt. In anorganischer Form liegt Stickstoff meist molekular als Luftstickstoff (N2) vor und hat im Wasser eine wichtige Bedeutung unter anderem in Form von Ammoniak (NH3) / Ammonium (NH4+), Nitrit (NO2-), und Nitrat (NO3-), ferner als Distickstoffoxid (N2O = Lachgas).

Vielen natürlichen aquatischen Biotopen, die noch nicht vom Menschen negativ beeinflusst wurden, mangelt es neben Phosphor- an organischen und anorganischen Stickstoffverbindungen. Auf Grund dessen mussten die in diesem Lebensraum existierenden Organismen vielfältige Strategien entwickeln, um an den begehrten Stoff zu gelangen.

Welche Dimension die organischen und anorganischen Stickstoffverbindungen heute haben, wird uns deutlich vor Augen geführt, wenn regelmäßig zur Sommerzeit Fließgewässer, Seen und Meere von einer Algenblüte - die Folge von Eutrophierung (Überdüngung) - befallen werden und Fischsterben einsetzt. Hervorgerufen wird dieser Zustand vor allem durch die mannigfachen physikalischen und chemischen Einflüsse, die zusätzlich zur natürlichen "biogenen Grundlast" (Mineralisierungsprozesse von Mikroorganismen), in Form von unkontrollierter Abwassereinleitung aber auch durch Niederschlagswasser sowie Überschwemmungen von landwirtschaftlich genutzten Flächen zur Überdüngung beitragen und so unser Wasser zur Trinkwassernutzung unbrauchbar macht.

Einträge der Stickstoffverbindungen

Auch in den Aquarien kommen verschiedene Bindungsformen des Stickstoffs vor, teilweise sogar in großen Mengen. Dabei wird Stickstoff in Form von Nitrat eher unbewusst durch die Fütterung oder durch einen regelmäßigen Wasserwechsel (im Trinkwasser dürfen nach EU-Richtlinie bis zu 25 mg/l, nach bundesdeutschen Gesetzen bis zu 50 mg/l Nitrat enthalten sein) in das System eingetragen. Aber auch Stickstofffixierung ist in Aquarien möglich. Nitratammonifikation und Nitritammonifikation spielen im Aquarium kaum eine Rolle und sollen hier deshalb nicht weiter behandelt werden.

Stickstofffixierung

Reine Pflanzenbecken (Hollandaquarium) oder Meerwasseraquarien, die jahrelang ohne Fütterung betrieben wurden, leiden an Stickstoffmangel. Hier können einige Bakterien (Prokaryonten) helfen, die auf das Stickstoffreservoir der Atmosphäre zurückgreifen. Hauptsächlich sind das die Gattungen Clostridium und Azotobacter, aber auch viele andere, meist anoxigene phototrophe Bakterien, autotrophe Bakterien, fakultative Anaerobier und viele Cyanobakterien. Unter bestimmten Umständen sind sie in der Lage, molekularen Stickstoff (N2) in ihrer Biomasse zu fixieren. Diese Mikroorganismen kommen freilebend vor, aber auch als Symbionten mit höheren Pflanzen (Schwimmfarn Azolla mit dem Cyanobakterium Anabaena azollae). Die Bakterien liefern den Pflanzen die begehrten Stickstoffverbindungen z.B. in Form der Aminosäure Glutamin; die Pflanzen geben dafür Kohlenstoffverbindungen z.B. in Form von Disacchariden (Zucker). Den energieaufwendigen Prozess der Stickstofffixierung können nach heutigem Wissen nur Prokaryonten durchführen. Mit deren Hilfe ist es in stickstofflimitierten Biotopen möglich, dass höhere Pflanzen und Tiere überleben.

Ammonifikation

Der im Aquarium wohl wichtigste Stickstoffeintrag geschieht durch Ammonifikation. Bei intensiver Fütterung können pro kg Fisch und Tag bis zu 1000 mg Stickstoffverbindungen freigesetzt werden. Fische und niedere Tiere verwertet die im Futter enthaltenen Proteine und Aminosäuren nur teilweise. Die Überschüsse werden in Form von Ammoniak (NH3) / Ammonium (NH4+) (ammoniotelische Tiere) oder anderen organischen Stickstoffverbindungen ins Wasser abgegeben. Andere Tiere, meist Landtiere, scheiden Stickstoffverbindungen in Form von Harnstoff (ureotelische Tiere) oder Harnsäure (uricotelische Tiere) aus. Pflanzen hingegen sind auf Grund ihrer phototrophen Lebensweise nicht auf organische Stickstoffverbindungen als Energieträger angewiesen und geben dementsprechend normalerweise auch keine Stickstoffäquivalente ans Wasser ab.

Futterreste, die nicht von den Tieren aufgenommen wurden, und die stickstoffhaltigen Ausscheidungsprodukte werden von einer besonderen Bakteriengruppe weiter mineralisiert. Die sogenannten protolytischen (eiweißabbauenden) Bakterien - sie kommen sowohl in Süß- als auch im Meerwasser vor - setzen aus gelösten oder partikulären organischen Stickstoffverbindungen Ammoniak (NH3) / Ammonium (NH4+) frei und nutzen die entstandene Energie. Nur ein kleiner Teil des Stickstoffs wird für ihren eigenen Stickstoffbedarf benötigt.

Ammoniumentfernung

Wie wichtig es ist, die Konzentration von Ammonium / Ammoniak in den Aquarien zu beschränken, fällt meist dann auf, wenn Fische sich unwohl fühlen oder an einer akuten Ammoniakvergiftung eingehen. Ammonium / Ammoniak kann entweder physikalisch oder biologisch eliminiert (entfernt) werden. Die meisten chemischen Verfahren hingegen sind im Aquarium nicht durchführbar.

Physikalische und chemische Verfahren zur Entfernung von biologisch freigesetzten Ammoniak / Ammonium

Das durch die Ammonifikation freigesetzte Ammoniak / Ammonium kann rein physikalisch entweder durch Strippen, Adsorption oder chemisch durch Ozonierung aus dem System entfernt werden. Beim Strippverfahren wird das Wasser - z.B. von ostafrikanischen Cichliden- oder Meerwasserbecken - bei hohen pH-Werten (pH > 8) mit Hilfe von Durchlüftersteinen oder Abschäumern kräftig belüftet. Dabei können das gasförmige Ammoniak und andere überschüssige Gase ausgetrieben werden. Wie hoch der Anteil des ausgestrippten Ammoniaks im Vergleich zu anderen Methoden ist, wurde in Aquarien noch nicht gemessen. Der Vorteil des Strippens ist, dass Ammoniak nicht in einer anderen Form im Aquarium verbleibt, sondern direkt aus dem System genommen wird. Nachteilig ist der Verbleib des aggressiven Ammoniakgases in der Atmosphäre. Es kann über die Oberfläche des Wassers leicht wieder in das Aquarium zurückgelangen; zudem ist es gesundheitsschädlich.

Zeolithe sind gut kristallisierte wasserreiche Mineralien mit Aluminium- und Siliciumbestandteilen; sie können bestimmte Ionen austauschen. Als Filtermaterial sind sie in der Lage, Ammonium zu adsorbieren. Bei längerem Einsatz im Aquarium wachsen indessen auf den Zeolithen nitrifizierende Bakterien, die das adsorbierte Ammonium zu Nitrat oxidieren. Nur der kurzzeitige Einsatz des Zeoliths also wird Ammonium direkt aus dem Aquarium entfernt.

Eine Ammoniumentfernung mittels Ozonierung wäre bei hohen pH-Werten zwar möglich, bietet jedoch gegenüber der biologischen Oxidation keine Vorteile, da das Ammonium in beiden Fällen nicht dem Wasser entzogen wird, sondern in Form von Nitrat wiederzufinden ist. In der Meerwasseraquaristik, in der teilweise Abschäumer mit Ozonierung betrieben werden, kann die biologische Nitrifikation (s.u.) jedoch entlastet werden.

Biologische Verfahren zur Ammoniak / Ammonium - Eliminierung

Soll das freigesetzte Ammoniak (NH3) / Ammonium (NH4+) - diese Verbindungen kommen in einem bestimmten Verhältnis immer gemeinsam vor - biologisch umgesetzt werden, ist der spezifische Protonierungszustand der Molekülverbindung sehr wichtig. Nicht alle stickstoffumsetzenden Bakterien sind in der Lage, das chemisch positiv geladene Molekül Ammonium oder alternativ das neutrale Molekül Ammoniak durch ihre Membranen aufzunehmen (siehe dazu Teil 1: Strukturelemente des Lebens). Manche Gram-negative Bakterien besitzen in ihrer äußeren Membran Kanalbildende Proteine. Diese als Porine bezeichneten wassergefüllten Poren wirken wie Selektivfilter, die nur Ionen mit der richtigen Größe und Ladung durch die Membran hindurch diffundieren lassen. In der inneren Membran, dass ist die Cytoplasmamembran der Zelle, befinden sich Transmembran-Carrier-Proteine, die - mittels der Energie aus der ATP-Hydrolyse - geladene Moleküle aktiv durch die Membran transportieren können. Die Zellen der nitrifizierenden Bakterien enthalten zusätzlich noch ein stark entwickeltes intracytoplasmatisches Membransystem, das ihnen ermöglicht, ungeladene Ammoniak Moleküle aufzunehmen und zu nutzen.

Ammonium-Assimilation

Bei Aquarien, die mit vielen Pflanzen und sehr geringem Fischbesatz (holländische Aquarien, Meeresalgenaquarien) betrieben werden, kann meist auf eine spezielle biologische Filterung verzichtet werden, da das ausgeschiedene Ammoniak / Ammonium hauptsächlich von den Pflanzen aufgenommen wird. Dieser Prozess wird als NH4+-Assimilation bezeichnet. Fast alle aquatischen Bakterien, Pilze und grüne Pflanzen können diese anorganischen Verbindungen als Stickstoffquelle aufnehmen und zur Synthese (Herstellung) von diversen Aminosäuren verwenden. Welche Aminosäuren (Glutaminsäure oder Asparaginsäure) hergestellt werden, ist je nach Spezies und deren Wachstumsbedingungen unterschiedlich. Dabei reguliert das Angebot an tatsächlich verfügbarem Ammoniak bzw. Ammonium die Syntheserate und die Aktivität vieler Enzyme der Stickstoffassimilation. Bei Stickstoffmangel werden spezifische Transportsysteme (Transmembranproteine) zur NH4+-Aufnahme gebildet, während bei hohen Ammoniakkonzentrationen diese Systeme wieder abgebaut werden, hier reichen einfache Diffusionsprozesse von NH3 zur Versorgung der Zelle mit Stickstoff aus (Kleiner, 1981).

Biologische Ammoniak-Oxidation - Nitrifikation

Der wohl effektivste Weg, Ammoniak (NH3) umzusetzen, ist der der Nitrifikation. Dabei wird Ammoniak (NH3) über Hydroxylamin (NH2OH), Nitroxyl (NO), Distickstoffoxid (N2O) und Nitrit (NO2-) zu Nitrat (NO3-) oxidiert. Dieser Vorgang kann in bedeutendem Ausmaß nur durch eine spezialisierte Mikroorganismengruppe durchgeführt werden: die Nitrifikanten. Sie gehören zur Familie der Nitrobacteriaceae.

An der Umsetzung von Ammoniak bis hin zum Nitrat sind zwei Bakteriengruppen beteiligt. Die Ammoniakoxidierer - die auch als Nitritanten bezeichnet werden - bilden über diverse Zwischenprodukte Nitrit. Und die Nitritoxidierer - sie werden auch Nitratanten genannt - bilden aus Nitrit das Endprodukt Nitrat. Die bekanntesten Arten sind Nitrosomonas europaea und Nitrobacter winogradskyi. Sie stehen in einer parasymbiontischen Beziehung und besetzen die selben terrestrischen als auch aquatischen Lebensräume.

Ferner wurden als ammoniakoxidierende Gattungen (alle besitzen den Wortbestandteil Nitroso-) beschrieben:

Als weitere nitritoxidierende Gattungen (alle besitzen den Wortbestandteil Nitro-) sind bekannt:

Vgl. dazu (Bergey's 1989, Watson 1971, Jones et al. 1988, Koops et al. 1991). Gerade bei den Nitrifikanten werden in der nächsten Zeit noch etliche neue Arten beschrieben werden. Diese Aufgabe ist jedoch nur den wenigen Spezialisten der Welt vorbehalten, da die meist nur 2-3 µm großen Bakterien äußerst schwierig zu unterschieden sind.

Im Aquarium wirken hohe Ammoniak- und Nitritkonzentrationen toxisch (giftig) auf den Tierbestand. Daher sollte gerade die Nitrifikation optimal ablaufen. Welche Möglichkeiten der aufgeschlossene Aquarianer hat, Stickstoff zu oxidieren, erklärt sich aus den Lebensbedingungen dieser Bakterien.

Physiologie der stickstoffoxidierenden Mikroorganismen

Der erste Schritt einer langen Reaktionskette wird als Ammoniakoxidation oder als Nitritation bezeichnet. Die dafür verantwortlichen Bakterien gewinnen ihre Energie durch die Oxidation von Ammoniak in einer speziellen Atmungskette, dem sogenannten "rückläufigen Elektronentransport". Ammoniak ist das einzige energieliefernde Substrat, das zum Wachstum genutzt werden kann. Alternativ können einige Nitritanten auch Harnstoff verwerten - vorausgesetzt, sie besitzen ein spezifisches Enzym namens Urease. Möglich ist auch, daß während der Ammoniakoxidation organische Verbindungen assimiliert werden können. In diesem Fall ist das Wachstum mixotroph. Im allgemeinen zählt die Nitrosomonas-Gruppe zu den obligat aeroben chemolithoautotrophen Bakterien. Das bedeutet, die Energie wird in der Regel durch Atmung mit Sauerstoff als terminalen Wasserstoffakzeptor gewonnen. Der Kohlenstoff, der zum Aufbau organischer Substanz benötigt wird, stammt aus Kohlendioxid (CO2).

Der zweite Schritt wird als Nitritoxidation oder als Nitratation bezeichnet. Bei dieser Reaktion wird das aus Ammoniak gebildete Nitrit weiter zum Nitrat verarbeitet. Einige Nitratanten können neben der lithoautotrophen Lebensweise auch mixotroph oder sogar heterotroph wachsen.

Die Energiegewinnung aus der Stickstoffoxidation ist für die Nitrifikanten äußerst gering. Denn die Organismen müssen einen Teil dieser mühsam gewonnenen Energie anderweitig verbrauchen, und zwar zur reduktiven Assimilation von CO2 (Calvin-Cyclus); dieses dient den autotrophen Organismen als Kohlenstoffquelle. Aus diesem Grunde wachsen die Nitrifikanten auch nur langsam. Sehr oft häufen sich deswegen reaktive Stickstoffverbindungen in den natürlichen und antropogenen Biotopen (Aquarium, Fischteich) an.

Einfluss diverser Faktoren auf das Wachstum stickstoffoxidierender Mikroorganismen

Entscheidenden Einfluss auf die Wachstumsraten dieser Bakteriengattungen haben die Faktoren Substrat- und Endproduktkonzentration, Substratverfügbarkeit, pH-Wert, Temperatur, Sauerstoff, Kohlendioxid und Licht. Bei einzelnen Arten kommen noch die spezifischen Faktoren des Biotops, wie Salinität (Salzkonzentration) und Turbulenz eines Gewässers, dazu. Nachfolgend sollen die einzelnen Einflussfaktoren näher beschrieben werden, überwiegend am Beispiel des ammoniakoxidierenden Bakteriums Nitrosomonas europaea Stamm 35 (Universität Hamburg).

Substratkonzentration - Endproduktkonzentration

Das nitrifizierende Bakterium Nitrosomonas europaea ist wie gesagt auf das energieliefernde Substrat Ammoniak angewiesen. Dabei steht Ammoniak (NH3) mit Ammonium (NH4+) (gemeinsam als NHx bezeichnet) in einem pH-Wert- und temperaturabhängigen Dissoziationsgleichgewicht, das auch von der Ionenstärke (Salinität) des Mediums (z.B. Meerwasser) beeinflusst wird.

Abb. 2: Anteil des Ammoniaks von der Summe Ammonium + Ammoniak (NHx) in Abhängigkeit von der Temperatur und dem pH-Wert. (Sellner 1992)

Wie in Abb. 2 dargestellt, verändert z.B. eine pH-Wertverschiebung die tatsächliche Substratverfügbarkeit des - für das Bakterium existentiellen - Ammoniaks. Bei z.B. 25°C und einem pH-Wert von 7 liegt nur 0,6% der Summe Ammonium+Ammoniak als Ammoniak vor. Wird der pH-Wert bei gleicher Temperatur auf 10 erhöht, ist der Anteil des Ammoniaks bereits auf 85% angestiegen. Ebenso verschiebt sich das Ammonium/Ammoniak-Gleichgewicht bei veränderter Temperatur. Z.B. liegt bei einer Temperatur von 30°C und einem pH-Wert von 10 ca. 90% der Summe Ammonium+Ammoniak als freies Ammoniak vor; hingegen ist bei einer Temperatur von 0°C und unverändertem pH-Wert nur noch ca.40% freies Ammoniak verfügbar. Im sauren pH-Bereich (pH < 6) dominiert das geladene Molekül Ammonium, und im basischen pH-Bereich (pH >11) liegt fast ausschließlich das ungeladene Molekül Ammoniak vor; die Temperatur spielt in diesen extremen pH-Bereichen dann kaum noch eine Rolle.

Genauso wie Ammonium zu Ammoniak dissoziieren kann (NH4+ <-> NH3 + H+), zerfällt Salpetrige Säure zu Nitrit (NHO2 <-> NO2- + H+). Je niedriger der pH-Wert, desto mehr Salpetrige Säure und desto weniger Nitrit liegt vor.

Abb. 3: Umsatzrate der Ammoniak-Oxidation des Bakteriums Nitrosomonas europaea in Abhängigkeit von der Substratart und -konzentration. Temperatur = 30,0 ± 0,1°C; pH = 8,00 ± 0,02; Konzentration der Trockenmasse [TS] = 6 mg TS/l; Konzentration des Substrates [S] = 1 - 10.000 mg N/l

Das Bakterium Nitrosomonas europaea kann nur in Gegenwart von Ammoniak wachsen, dabei ist die Zunahme der Zellmasse eng an den Substratverbrauch gekoppelt. Jedoch gilt auch hier: übermäßig hohe Substratkonzentrationen wirken eher hemmend auf die Enzymaktivitäten und das Wachstum (siehe Abb. 3). Der optimale Bereich für die enzymatische Aktivität des Bakteriums liegt bei einer Konzentration von ca.10-100 mg/l NHx-N.

Als erstes Zwischenprodukt bei der Oxidation von Ammoniak entsteht die Verbindung Hydroxylamin (NH2OH). Auch dieser Stoff kann direkt oxidiert werden. Hydroxylamin wirkt jedoch schon ab 5 mg N/l hemmend auf die Enzyme von Nitrosomons europaea.

Der verwendete Nitrosomonas-Stamm konnte Harnstoff nicht verwerten. Ihm fehlt das Enzym Urease.

Bakterien können nicht nur durch hohe Substratkonzentrationen (siehe Abb. 3) in ihren Abbauleistungen beeinträchtigt werden, sondern auch durch das von ihnen selbst hergestellte Endprodukt. Dieses Phänomen wird auch als Produkthemmung bezeichnet. Bei Nitrosomonas europaea kann das Endprodukt Nitrit schon ab einer Konzentration von 100 mg/l hemmend auf die Enzyme Ammoniakmonooxidase und Hydroxylaminoreduktase wirken.

In gleicher Weise können organische Kohlenstoffverbindungen Einfluß auf die Oxidation und das Wachstum des Bakteriums haben. Ob ein Stoff hemmend oder fördernd wirkt, ist recht unterschiedlich und auch artspezifisch. Nitrosomonas europaea benötigt aufgrund der autotrophen Lebensweise keine zusätzlichen organischen Stoffe. Untersuchungen haben jedoch gezeigt, dass das Zellwachstum und damit die Oxidationsleistung kurzfristig um 23% gesteigert werden konnte, wenn eine Reinkultur mit heterotrophen Bakterien (in diesem Fall mit Bacillus spec.) versetzt wurde. Offenbar wird der Metabolismus der fakultativ autotrophen Nitrifikanten durch die organischen Ausscheidungsprodukte der heterotrophen Bakterien gefördert. (Sellner, 1992). Die Zugabe anderer organischer Stoffe, wie Acetat, Formiat oder Glucose kann ebenfalls positiv auf das Wachstum von Nitrosomonas europaea wirken (Bock, 1980). Es gibt jedoch auch organische Stoffe, die das Wachstum des Bakteriums hemmen, z.B. Pepton (Krümmel, 1982).

pH-Wert

Ebenso wie andere physikochemische Parameter die Enzymaktivitäten und das Wachstum von Mikroorganismen beeinflussen, hat auch der pH-Wert seine Wirkung. Gemeinsam mit der Temperatur beeinflusst der pH-Wert die Dissoziationsgleichgewichte von Ammoniak (NH3) zu Ammonium (NH4+) und von Nitrit (NO2-) zu saltpetriger Säure (HNO2). Das Verhältnis von NH3 zu NH4+ verschiebt sich nach dem basischen Bereich hin immer mehr zum NH3 und das Verhältnis NO2- zu HNO2 nach dem sauren pH-Bereich immer mehr zum HNO2.

Der optimale pH-Bereich für Nitrifikanten liegt im leicht alkalischen Bereich. Das gilt sowohl für Reinkulturen von Nitrosomonas und Nitrobacter als auch für Mischkulturen, wie sie z.B. in den Aquarienfiltern als Biofilm vorkommen. Dabei liegt das pH-Optimum zwischen 7,5 und 8. Jedoch können sich die Mikroorganismen auch an niedrigere pH-Werte (pH < 6) adaptieren, vorausgesetzt, sie haben genügend Zeit, sich auf die neue Situation einzustellen. Extreme pH-Wert-Schwankungen, wie sie auch bei der Oxidation von Ammoniak auftreten können wirken sich nachteilig auf die Stickstoffumsetzung der Nitrifikanten aus. Bei der Umsetzung von Ammoniak werden Protonen (H+-Ionen) an die Umgebung abgegeben, die den pH-Wert in den sauren Bereich verschieben.

Temperatur

Die meisten Bakterien sind in der Lage, relativ schnell auf unterschiedliche Temperaturen ihrer Umgebung zu reagieren und sich physiologisch und sogar morphologisch auf die neue Situation einzustellen. Ausschlaggebend für ihre enorme Anpassungs- und Wandlungsfähigkeit ist dabei die Einwirkdauer eines oder mehrerer Parameter. Ist die Temperaturveränderung kurzfristig (wenige Stunden), kann die Zelle die Anzahl ihrer Enzyme um ein mehrfaches steigern; ist sie hingegen langfristig (mehrere Wochen oder Monate), so wird ein entsprechendes genetisch fixiertes "Überlebensprogramm" aktiviert, das den "Umbau" der gesamten Zelle zur Folge haben kann.

Auch das Bakterium Nitrosomonas europaea verfügt über Mechanismen, die eine Anpassung an unterschiedliche Umgebungstemperaturen ermöglichen. Dabei kann eine Temperaturveränderung zum einen primär auf die Aktivität der Enzyme (N-Oxidationsaktivität) wirken und zum anderen sekundär das Wachstum sowie das morphologische Erscheinungsbild stark beeinflussen. In Langzeitversuchen (mehrere Monate) wurden die Bakterien bei 30°C, 20°C und 10°C in kontinuierlich betriebene Fermenter axenisch (in Reinkultur) kultiviert und ihre Adaptationsfähigkeit anhand ihrer Oxidationsaktivität im Kurzzeittest überprüft. Dabei stellte sich heraus, dass die bei 20°C gehaltenen Zellen deutlich höhere Ammoniakumsatzraten im niedrigeren Temperaturbereich zeigen als die an 30°C adaptierten Zellen. Das Temperaturoptimum der 20°C-Kultur liegt zwischen 30°C und 40°C, das der 30°C-Kultur zwischen 40°C und 50°C. (Sellner, 1992). Andere Naturwissenschaftler (Jones & Morita, 1985) stellten bei dem obligat halophilen Nitrosomonas cryotolerans Stamm 4W30 ebenfalls eine Temperaturadaptation fest. Bei 25°C kultivierte Zellen zeigten ein Temperaturoptimum von 30°C und oxidierten Ammoniak nur noch sehr schwach bei 4°C. Wenn dieser Stamm jedoch bei 5°C angezogen wurde, verschob sich das Optimum nach 22°C. Die an die niedrigeren Temperaturen adaptierten Zellen zeigten bei -5°C noch Oxidationsaktivität.

Das Bakterium Nitrosomonas europaea kann sich an verschiedene Kultivierungstemperaturen, nicht nur in Bezug auf die Enzymaktivität besonders anpassen, sondern auch sehr eindrucksvoll sein morphologisches Erscheinungsbild verändern.

Abb. 4: Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme einer 30°C-Reinkultur von Nitrosomonas europaea. Die Balkenlänge am unteren Bildrand entspricht 1 µm. Präparation der Zellen B.R. Sellner, REM-Aufnahme von F.Els, IRW des Forschungszentrums Jülich.

Abb. 5: Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme einer 20°C-Reinkultur von Nitrosomonas europaea. Die Balkenlänge am unteren Bildrand entspricht 1 µm. Präparation der Zellen B.R. Sellner, REM-Aufnahme von F.Els, IRW des Forschungszentrums Jülich.

Abb. 6: Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme einer 10°C-Reinkultur von Nitrosomonas europaea. Die Balkenlänge am unteren Bildrand entspricht 1 µm. Präparation der Zellen B.R. Sellner, REM-Aufnahme von F.Els, IRW des Forschungszentrums Jülich.

Wie in den Abb. 4, 5 und 6 zu erkennen ist, unterscheiden sich die Zellen von Nitrosomonas europaea deutlich in ihrer Größe. Die Zellen, die bei 30°C kultiviert wurden, weisen ein mittleres Volumen von 0,20 µm3 auf. Bei den 20°C-Zellen stieg das mittlere Volumen auf 0,27 µm3 und bei den 10°C-Zellen schon auf 0,57 µm3. Die Zellgrößen, die durch zwei unterschiedliche Meßmethoden (Counter, Auswertung von REM-Aufnahmen) ermittelt werden konnten, stimmten dabei gut überein.

Sehr aufschlussreich ist das Temperaturverhalten der Bakterienzellen in Bezug auf den Kohlenstoff : Wasserstoff : Stickstoff-Gehalt. Eine entsprechende C:H:N-Analyse der an 30°C und 20°C adaptierten Biomasse macht deutlich, dass das molare Stickstoff-Kohlenstoff-Verhältnis konstant bleibt, das Wasserstoff-Kohlenstoff-Verhältnis bei sinkender Temperatur jedoch von 185 mol% auf 171 mol% abnimmt. Dieses Phänomen ist damit zu erklären, dass die Bakterienzellen auch bei sinkenden Temperaturen darauf angewiesen sind, die Fluidität ihrer Zellmembranen konstant zu halten. Das verwirklichen die Bakterien, indem sie ihre Membranlipide mit kürzeren Kohlenwasserstoffketten synthetisieren (herstellen) und/oder diese mit einem vermehrten Einbau von cis-Doppelbindungen ausstatten. Der vermehrte Einbau von Doppelbindungen würde das Abfallen des C:H-Verhältnisses erklären können.

Die Cytoplasmamembran besteht zu etwa 40% aus Lipiden und zu 60% aus Proteinen. In der Regel besitzen die Bakterien nur gesättigte und ungesättigte Fettsäuren, wobei die C14-C18-Säuren dominieren. Die Kettenlänge und der Sättigungsgrad der Fettsäuren sowie die Lipidzusammensetzung werden in Abhängigkeit von der Temperatur in einen bestimmten kristallinen oder mehr flüssigen Zustand überführt. Obwohl die physikalischen Eigenschaften von Membranen wesentlich von der Lipidzusammensetzung abhängen, sind Proteine ebenso für die Funktion und Struktur der Membranen unentbehrlich und genauso von der Umgebungstemperatur beeinflussbar.

Substratverfügbarkeit

Die Faktoren Substratkonzentration, pH-Wert und Temperatur hängen aufgrund der Dissoziation des Ammoniums sehr nahe zusammen. Um in der Naturwissenschaft die Abhängigkeit eines Lebewesens von einem bestimmten Faktor zu ermitteln, wird normalerweise nur ein einziger (nämlich der, der untersucht werden soll) variiert, hingegen hält man alle anderen Faktoren konstant. Anders sind kaum Aussagen über die Abhängigkeit zu machen.

Um die Wirkungsweise von Substrat, pH-Wert und Temperatur bei Nitrifikanten festzustellen, wurden in der Vergangenheit einfache Versuche gestartet, bei denen z.B. bei gleicher Einwaage von Bakterien, Ammoniumsalz und konstanten anderen Bedingungen (Temperatur, Strömung, Licht, Zustand der Bakterien, etc.) in verschiedenen Proben unterschiedliche pH-Werte eingestellt wurden. Die gemessenen unterschiedlichen Oxidations- oder Wachstumsraten sollten so die Abhängigkeit des Bakteriums vom pH-Wert ergeben.

Bei dieser Versuchsanordnung wurde jedoch nicht bedacht, dass bei verschiedenen pH-Werten das Ammonium zu unterschiedlichen Anteilen zu Ammoniak dissoziiert (zerfallen) ist. Ammoniak ist jedoch das eigentliche Substrat für die Ammoniakoxidierer. Somit wurde mit der pH-Wert-Änderung gleichzeitig eine Änderung der Substratkonzentration vorgenommen, d.h. zwei Faktoren wurden gleichzeitig verändert. Bei diesen Tests bleibt die Frage: welcher von den beiden Faktoren - pH-Wert oder die Konzentration an Ammoniak - hat die Oxdidations- oder Wachstumsrate des Bakterium mehr beeinflusst?

Um dies zu klären, wurden in der ersten Versuchesreihe wie gewohnt nur die pH-Werte verändert. In der zweiten Versuchsreihe wurde jedoch zusätzlich berechnet, wie viel Ammoniumsalz bei dem jeweiligen pH-Wert eingesetzt werden musste, um die Ammoniakkonzentration bei allen pH-Werten konstant zu halten. Bei der zweiten Versuchsreihe konnte somit verwirklicht werden, dass nur ein Faktor (pH-Wert) variiert wurde, aber alle anderen Bedingungen konstant blieben.

pH-Wert
4 5 5,5 6 6,5 7 7,5 8 8,5 9 10 11

1. Versuch: berechnete Ammoniakkonzentration in µg/l bei konstant eingesetzten 5000 µg/l NHx-N, Temperatur = 30°C

0,040 0,397 1,26 3,97 12,53 39,42 122,6 368,1 1004 2210 4410 4938
2. Versuch: NHx-N-Einwaage in mg/l bei konstanter theoretischer Ammoniak-N-Konzentration von 0,368 mg/l
46319 4632 1465 463,6 146,8 46,69 15,02 5,00 1,83 0,83 0,41 0,37

Tab. 1: Berechnete Ammoniakkonzentration bei konstanter Einwaage und variierendem pH-Wert und Ammoniumsalzeinwaage für eine bei variierendem pH-Wert konstante Ammoniak-N-Konzentration.

 

Abb. 7: Die Ammoniakoxidationsrate von Nitrosomonas europaea in Abhängigkeit vom pH-Wert mit konstanter NHx-N-Einwaage (1) und mit konstanter Ammoniakkonzentration (2). Die Ergebnisse wurden in einer zweiten unabhängigen Versuchsreihe bestätigt. T = 30,0 ± 0,1°C, (Sellner 1992, Groeneweg et al. 1994)

Der Verlauf der Kurve 1 in Abb. 7 zeigt deutlich das gewohnte pH-Optimum bei ca. 7,5 bis 8,0. Darunter und darüber fällt die Aktivität von Nitrosomonas europaea deutlich ab. Unter pH 6 und über pH 10 können die Bakterien kaum Ammoniak oxidieren. Bei der zweiten Versuchsreihe hat sich das Bild geändert. Wenn immer die gleiche Ammoniakkonzentration zur Verfügung steht, haben die Bakterien ein pH-Optimum von 6,5 bis 7 - das ist eine ganze pH-Stufe niedriger. Unter pH-Werten von 8 - das ist bei der Versuchsanordnung der pH-Wert, bei dem alle Bedingungen bei beiden Versuchsreihen gleich sind - zeigen die Bakterien des zweiten Versuches grundsätzlich höhere Oxidationsraten, über pH 8 grundsätzlich niedrigere Raten als die Bakterien des ersten Versuchs. Daraus kann gefolgert werden, dass bei niedrigen pH-Werten der Mangel an Substrat - bei niedrigen pH-Werten liegt NHx fast vollständig als Ammonium vor - wichtiger ist als der direkte Einfluss des pH-Wertes. Ebenso gilt, dass bei hohen pH-Werten - dann liegt NHx zum großen Teil als Ammoniak vor - die Substratkonzentration so hoch ist, dass sie schon hemmend wirkt.

Ein vergleichbarer Effekt müßte bei Temperaturversuchen auftreten. Dazu wurden die NHx-Einwaagen der Temperatur angepaßt, um die Ammoniakkonzentration konstant zu halten (2. Versuch). Zur Kontrolle wurde die Versuchsreihe 1 mit konstanter NHx-Einwaage durchgeführt.

Temperatur
0 5 10 15 20 25 30 35 40 50 60
1. Versuch: berechnete Ammoniakkonzentration in µg/l bei konstant eingesetzten 5000 µg/l NHx-N, pH = 8,00
40,33 60,76 90,07 131,3 187,8 265,6 368,1 500,6 667,9 1115 1700
2. Versuch: NHx-N-Einwaage in mg/l bei konstanter theoretischer Ammoniak-N-Konzentration von 0,368 mg/l
45,6 30,3 20,4 14,0 9,77 6,93 5,00 3,68 2,72 1,65 1,08

Tab. 2: Berechnete Ammoniakkonzentration bei konstanter Einwaage und variierender Temperatur und Ammoniumsalzeinwaage für eine bei variierender Temperatur konstante Ammoniak-N-Konzentration.

Abb. 8: Die Ammoniakoxidationsrate von Nitrosomonas europaea in Abhängigkeit von der Temperatur mit konstanter NHx-N-Einwaage (1) und mit konstanter Ammoniakkonzentration (2). pH = 8,00 ± 0,02. (Sellner 1992, Groeneweg et al. 1994)

Auch diese Versuche zeigen deutlich, dass das Temperaturoptimum der Bakterien bei konstanter NHx-Einwaage um 40°C liegt. Werden die Versuche zusätzlich bei konstanter Ammoniakkonzentration im Medium durchgeführt, verschiebt sich das Optimum nach 35°C. Bei diesen Tests sind die Oxidationsraten der Ammoniak-Versuchsreihe unter 30°C - das ist bei der Versuchsanordnung die Temperatur, bei der alle Bedingungen bei beiden Versuchsreihen gleich sind - immer höher als bei der NHx-Reihe; über 30°C reagieren die Bakterien langsamer. Daraus kann ebenso gefolgert werden, dass bei tiefen Temperaturen die Nitrosomonas-Bakterien zusätzlich zum direkten Temperatureinfluss durch das verminderte Angebot an Ammoniak in ihren Oxidationsleistungen behindert werden.

Diese Versuche demonstrieren die Schwierigkeit, Gesetzmäßigkeiten an biologischen Systemen zu erkennen. Durch die Veränderung eines Parameters (z.B. Temperatur oder pH-Wert) können schnell andere wichtige Faktoren mitgeändert werden, in diesem Fall die Ammoniakverfügbarkeit. Wenn nicht alle Faktoren und vor allem deren Vernetzung untereinander bekannt sind, kann man schnell zu falschen Aussagen verleitet werden.

Sauerstoffkonzentration

Sauerstoff ist für Nitrifikanten obligat, d.h. ohne ihn ist die Oxidation von Ammoniak über Nitrit und letztendlich zum Nitrat nicht möglich. Doch gerade wenn ein Aquarium neu eingerichtet wird, kann der Eintrag von zu viel Sauerstoff auch schädigende Wirkungen haben.

In Experimenten mit einer ruhenden (längere Zeit ohne Zugabe von Substrat gehaltenen) Nitrosomonas-Reinkultur konnte gerade in der Anfangsphase der Kultivierung festgestellt werden, dass sich die Bakterien im Fermenter auch nach 400 Stunden kaum vermehrten, wenn von Anfang an hohe Sauerstoffkonzentrationen in das System eingeblasen wurden. Bei einer Anfangskonzentration von nur 30% Luftsättigung (ca. 2 mg O2/l) wuchsen hingegen die Zellen sofort an und vermehrten sich exponentiell. Erst wenn die Bakterien in das Stadium des exponentiellen Wachstums übergegangen sind, benötigen sie mehr Sauerstoff. Dabei liegt das Optimum bei 80% der Luftsättigung. Unterschreitet die Konzentration den Wert, so ist das Wachstum sauerstofflimitiert, übersteigt sie diesen Wert (> 100%), so wirkt sie sogar inhibierend (Ramsch, 1991).

Grund für dieses Verhalten ist, dass sich die Bakterien zunächst auf ihre "neue" Umgebung einstellen (adaptieren) und geeignete Abwehrmechanismen gegen die Sauerstoffschädigung aufbauen müssen. So wird z.B. das durch einige flavinhaltige Emzyme (Oxidasen) produzierte Peroxid-Ion (O22-), das mit Protonen (Säure) zum sehr giftigen Wasserstoffperoxid (H2O2) reagiert, durch das Enzym Katalase zu molekularem Sauerstoff (O2) gespalten und damit unschädlich gemacht. Andere Enzyme der Zelle können das Superoxid-Ion (O2-) in Nebenreaktionen produzieren. Dieses Radikal und seine Folgeprodukte können sehr toxische und reaktive Verbindungen schaffen. Zum Schutz vor diesen gefährlichen Verbindungen haben die aeroben Organismen ein Enzym namens Superoxid-Dismutase entwickelt, welches das Superoxidradikal zu molekularem Sauerstoff und Wasserstoffperoxid umwandelt. Letzteres wird in einer direkt folgenden Anschlußreaktion mit Hilfe des Katalase-Emzyms ebenso unschädlich gemacht (Schlegel, 1985). Bei Bakterien, die anfänglich empfindlich gegenüber Sauerstoff reagieren, kann davon ausgegangen werden, dass gerade diese Enzyme in der Anfangsphase nicht oder nur unzureichend vorhanden sind.

Kohlendioxid

Ohne Kohlendioxid können Nitrifikanten nicht wachsen, da der anorganische Kohlenstoff (CO2) als C-Quelle für den Aufbau von zelleigener Substanz genutzt wird. Eine Kohlendioxidversorgung des Aquariums ist daher nicht nur für ein gutes Pflanzenwachstum wichtig, sondern unterstützt auch das Wachstum der Nitrifikanten und damit deren Abbauleistung bei den fischtoxischen (giftigen) Stoffen Ammoniak und Salpetrige Säure.

Licht

Licht wirkt bei schon niedrigen Intensitäten oxidations- und damit auch wachstumshemmend auf Nitrifikanten. Dabei reagiert im allgemeinen Nitrobacter (Nitritoxidant) empfindlicher auf den Lichteinfluß als Nitrosomonas (Ammoniakoxidant). Grund dafür ist das Fehlen von Carotinoiden (lichtabsorbierende Pigmente), die die Cytochrome (Komponenten des Elektronentransport- und Phosphorylierungssystems) vor Photooxidation schützen. Der Gehalt an Cytochromen in den Nitrifikanten ist 10mal so hoch wie in heterotrophen Mikroorganismen. Der Grad der Schädigung hängt ab von Lichtstärke (schon bei 420 Lux kann eine völlige Hemmung der Ammoniakoxidation von Nitrosomonas eintreten), Wellenlänge (vor allem kurzwelliges UV-Licht), Einstrahlungsdauer, Alter der Zellen, Sauerstoffkonzentration, Substratart, Konzentration organischer Stoffe und vom Organismenstamm. Wichtig für den Aquarianer ist, dass er beim Kauf von Filtersystemen darauf achtet, daß diese lichtundurchlässig sind oder im Dunklen aufgestellt werden.

Salinität (Salzkonzentration)

Aufgrund des hohen pH-Wertes und des damit verbundenen höheren Ammoniakanteils ist eine gut funktionierende Stickstoffoxidation im Meerwasseraquarium noch wichtiger als im Süßwasserbecken. Denn gerade Kochsalz in hohen Konzentrationen kann auf nitrifizierende Bakterien hemmend wirken.

Abb. 9: Hemmung der Oxidationsrate einer Nitrosomonas europaea Reinkultur durch Natriumchlorid (NaCl) im Vergleich mit einer Nitritantenanreicherungskultur. Reinkultur Nitrosomonas europaea: T = 30,0±0,1°C; pH = 8,00±0,02; [TS] = 13,5 mg/l; [NHx-N] = 20 mg/l; Nitrifikantenanreicherungskultur: T = 22,0±0,1°C; pH = 8,00±0,02; [TS] = 275 mg/l; [NHx-N] = 20 mg/l;

Die Schädlichkeit hoher Kochsalzkonzentrationen kann durch zwei Mechanismen charakterisiert werden. Zum einen können die hohen Natrium- bzw. Chloridkonzentrationen andere für das Bakterium wichtige Ionen verdrängen. Zum anderen verursachen hohe Salzkonzentrationen einen Wassermangel in der/den Zelle/n eines Organismus. Jedes Ion aber auch jeder ungeladene Stoff hat eine gewisse Anzahl von Wassermolekülen um sich. Diese Wasserschicht um jedes Molekül nennt man Solvathülle. Sind nun sehr viele Moleküle im Wasser vorhanden, tritt eine starke Konkurrenz um die begehrten Wassermoleküle auf. Bekommen wichtige Moleküle, wie zum Beispiel Strukturproteine oder Enzyme, nicht mehr genügend Wasser ab (desolvatisiert), verändert sich die dreidimensionale Struktur des Proteins bzw. Enzyms, und das Molekül kann seine Aufgabe nicht mehr erfüllen. In Meerwasser oder Salzseen lebende Organismen haben bestimmte Mechanismen entwickelt, um sich vor hohen intracellulären Salzkonzentrationen zu schützen. Die Schutzmechanismen wirken natürlich nur für einen bestimmten Salzkonzentrationsbereich.

In einer vergleichenden Versuchsreihe (siehe Abb. 9:) mit einer Nitrosomonas europaea -Reinkultur und einer Anreicherungskultur (Nitrifikanten und andere Bakterien) konnte festgestellt werden, dass das Bakterium Nitrosomonas europaea Stamm 35 nur als halotolerant (erträgt nur begrenzt Salz) und nicht als obligat halophil (salzabhängig) einzustufen ist. Hohe Natriumchloridkonzentrationen wirken hemmend auf die Abbauleistung. Bei 40‰ Salzgehalt fiel die Oxidationsleistung der Reinkultur auf 27%, die der Mischkultur auf 20%. Andere Arten, wie Nitrosomonas cryotolerans, N. aestuarii, N. marina und N. halophila können durchaus salzliebende Eigenschaften besitzen und sollten sogar mit einer ausreichenden NaCl-Konzentration versorgt werden (Koops, 1991). Die optimale Salzkonzentration für Nitrosococcus oceanus liegt nach Watson (1965) bei ca. 0,4 M (ca 23‰). Selbst bei 2 M (ca. 115‰) NaCl-Lösung ist dieses Bakterium in der Lage, Ammonium zu oxidieren. Es gibt aber auch Nitrifikanten, wie Nitrosococcus mobilis die obligat halophil sind, d.h. Natrium ist lebenswichtig und kann nicht durch Kalium, Magnesium oder Calcium ersetzt werden (Koops et al., 1979).

Turbulenz

Im Aquarium und in den entsprechenden Durchlauffiltersystemen spielt die Turbulenz des Wassers eine große Rolle. Da sie nicht nur die Wasserinhaltsstoffe vermischt, bei den Nitrifikanten auch die Nitrifikationsrate beeinflusst (die Zeit, in der das Substrat Ammoniak oder Nitrit bis hin zum Endprodukt umgesetzt wird).

Der Effekt, dass bei starker Turbulenz mehr Nahrungs- und Sauerstoffmoleküle an den meist sessilen (festsitzenden) Nitrifikanten vorbeifließen und leichter verfügbar sind, erhöht die maximale Nitrifikationsrate beträchtlich; die Zunahme der Aktivität der Nitrifikanten mit zunehmender Turbulenz verläuft wie eine Sättigungskurve.

Unvollständige Nitrifikation

Große Vergiftungsgefahr für den Tierbestand im Aquarium besteht, wenn über längere Zeit eine unvollständige Nitrifikation eingesetzt hat. Ein untrügliches Zeichen dafür ist die Anhäufung von Nitrit.

Ursachen für eine vermehrte Produktion des Zwischenproduktes Nitrit gibt es einige. Im allgemeinen ist die zweite Oxidationsstufe, die von der Nitrobacter-Gruppe durchgeführt wird, gegenüber vielen Faktoren empfindlicher als die erste Oxidationsstufe, realisiert von der Nitrosomonas-Gruppe. Sobald eine Bedingung zu weit vom Optimum entfernt ist, schaffen die nitritoxidierenden Bakterien es nicht mehr, das von den ammoniakoxidierenden "Kollegen" anfallende Nitrit zu verbrauchen.

Übersteigt die Konzentration an Salpetriger Säure einen Wert von ca. 0,22 bis 2,8 mg/l NNO2, lahmt die Nitrobacter-Gruppe. Als Folge häuft sich Ammoniak an. Ab einer Ammoniakkonzentration von ca. 0,1 bis 1,0 mg/l NH3 wird die Nitrobacter-Gruppe zusätzlich gehemmt; ab ca. 10 bis 150 mg/l NH3 kann auch die Nitrosomonas-Gruppe nicht mehr oxidieren. (Anthonisen et al. 1976) Die heterotrophen Organismen, die organische Verbindungen zu Ammonium / Ammoniak umsetzen (Ammonifikation) können auch unter für die Nitrifikation ungünstigen Bedingungen weiter Ammoniak ausscheiden. Als Folge steigt die Ammoniakkonzentration an und kann den niederen und höheren Tieren gefährlich werden.

Die unvollständige Nitrifikation kann ebenfalls durch zu geringe Sauerstoffkonzentrationen hervorgerufen werden. Unter 1 bis 2 mg/l O2 wird Ammoniak nur unvollständig bis zum gasförmigen Distickstoffoxid (N2O) verarbeitet. Ebenfalls kann es bei niedriger Sauerstoffkonzentration zur Anreicherung von Nitrit / Salpetrige Säure kommen.

Auch der Einfluss von Licht, das Fehlen von Kohlendioxid, hohe Salzkonzentrationen und eine Reihe von organischen Stoffen hemmen zumeist erst die Nitratanten und dann bei höheren Konzentrationen auch die Nitritanten. Die Folge ist immer ein Ansteigen der Nitrit- und schließlich der Ammoniakkonzentration.

Ruhende Nitrifikanten, die schnellsteigenden Ammoniakkonzentrationen ausgesetzt werden, können sich in der Anfangsphase nicht so schnell an die "unverhoffte" Nahrung gewöhnen. Gerade die Nitrobacter-Gruppe braucht ein wenig länger, um aus dem "Dornröschenschlaf" aufzuwachen. Die steigenden Nitrit- und Ammoniakkonzentrationen veranlassen die Bakterien nach der "Aufwachphase" zu höchster Aktivität und damit zu hohen Wachstumsraten. Die Bakterienpopulation passt sich dem Futterangebot an und kann Ammoniak und Nitrit vollständig abbauen.

Ursache - Reaktion der Bakterien  Wasserwerte
kein Substrat keine Aktivität Ammoniak und Nitrit niedrig
Substratzugabe Ammonifikanten werden aktiv,
Ammoniak steigt
Nitrosomonas wird aktiv Ammoniak und Nitrit steigen
Nitrobacter wird aktiv hohe Ammoniak- und Nitritkonzentrationen
höchste Aktivität von Nitrosomonas und Nitrobacter hohe Wachstumsraten Ammoniak und Nitrit fallen
Wachstum wird minimal, Aktivität der Einzelbakterien fällt ab; die große Population kann aber das anfallende Ammoniak verarbeiten Ammoniak und Nitrit niedrig

Dieser Vorgang läuft bei jedem Neustart eines Aquariums ab. Die Nitrifikanten müssen sich erst physiologisch an die neuen Bedingungen anpassen ("aufwachen"). Ist viel Substrat (Ammoniak) vorhanden, wächst die Nitrifikantenpopulation an. Als Folge oxidieren viele Nitrifikanten mit niedriger Aktivität und halten so die Ammoniak- und Nitritkonzentrationen niedrig. Sobald die Futtermenge erhöht wird, müssen sich die Nitrifikanten erneut mit einem Anwachsen der Bakterienpopulation anpassen.

Tipps zur optimalen Nitrifikation in Aquariensystemen

Nachdem die grundlegenden Bedingungen für eine optimale Nitrifikation dargestellt wurden, wird sich so mancher Aquarianer fragen, wie kommen eigentlich die so geschätzten und empfindlichen Bakterien ins Aquarium hinein und oxidieren das toxische Ammoniak und Nitrit.

In der Natur kommen nitrifizierende Bakterien ubiquitär vor, d.h. sie sind in fast allen Biotopen der Erde anzutreffen. Nitrifikanten wurden aus Ackerböden, Waldböden, sauren Böden von Teeanbaugebieten, antarktischen Böden, australischen Wüstenböden, aus Süß-, Brack- und Meerwasser, aus Sedimenten, Rieselfeldern, Felsgestein, aus dem Trinkwassernetz von Boston, aus heißen Quellen, der Tiefsee und aus dem Sandstein des Kölner Doms isoliert und/oder nachgewiesen (Ramsch 1991).

Der Aquarianer kann sich sicher sein, dass er mit jedem Einsetzen von Pflanzen und Tieren auch Nitrifikanten mit in das Becken bringt. Ob diese nützlichen Bakterien jedoch in ausreichender Anzahl oder mit hoher Aktivität in das neue Aquarium gelangen, ist für den Hobbyaquarianer nicht sofort erkennbar. Deshalb sollten folgende Vorschläge beachtet werden:

  1. Erkundigen Sie sich bei Ihrem zuständigen Wasserwerk nach den Konzentrationen der Wasserinhaltsstoffe Ihres Leitungswassers und prüfen Sie, ob das Wasser ohne weitere Aufbereitungsschritte für Ihren Aquariumtyp nutzbar ist. Sind z.B. Pestizidreste im Wasser vorhanden, können nicht nur Fische, Pflanzen und niedere Tiere Schaden nehmen, sondern auch die empfindlichen Nitrifikanten. Wenn ein Schadstoff in zu hohen Konzentrationen im Wasser vorhanden ist, muss das Wasser mit geeigneten Techniken aufbereitet werden (Flüssige Wasseraufbereitungsmittel, Aktivkohle, Ionenaustauscher, Umkehrosmosetechnik).
  2. Süßwasser: Bei einer Neueinrichtung das Becken mit Bodengrund, Pflanzen und Technik für 4 Wochen ohne Tiere und Fütterung betreiben. Meerwasser: Bei einer Neueinrichtung das Becken mit wenig Bodengrund, lebenden Steinen und Technik für 6-8 Wochen ohne Fische und niedere Tiere betreiben. Auch Bakterien - insbesondere Nitrifikanten - brauchen Zeit, um sich an eine neue Umgebung zu gewöhnen.
  3. Bei Verwendung eines biologischen Filtersystems sollte dieses während der Einfahrphase zunächst mit gedrosselter Geschwindigkeit betrieben werden. Dadurch können Bakterien schneller auf den Filtermaterialien anwachsen (siehe Teil 1: Strukturelemente des Lebens), und die Sauerstoffkonzentration im Filter ist nicht zu hoch. Auf jeden Fall muss der biologische Bakterienfilter im Dunkeln aufgestellt werden. Sowohl mit untergetauchten Filtern (Topffilter), mit Rieselfiltern, Filterscheiben oder Filtern mit wechselnden Wasserständen sind gute Abbauleistungen erreichbar. Jedes Filtersystem hat seine Vor- und Nachteile. Bakterienprodukte zur Verkürzung der Einfahrphase können eventuell nützen. Auf keinen Fall sollte man sich nur auf diese Präparate verlassen (Ramsch et al. 1992). Hilfreich für die Anfangsphase kann auch etwas Filtermaterial von gut eingefahrenen Aquarien sein. Jedoch gilt auch hier, dass die Bakterien sich erst auf die neue Situation einstellen müssen.
  4. Nach ca. 1 Woche kann das Filtersystem nun auf volle Leistung gestellt werden. Die aeroben Bakterien, die sich in der Zwischenzeit auf den Filtermaterialien angesiedelt haben, können nun bei der hohen Strömung und der damit verbundenen Sauerstoff- und Substratversorgung optimal wachsen.
  5. Für die gute Entwicklung der Nitrifikanten ist eine regelmäßige Zugabe von Mineralien und Spurenelementen wichtig. Zum Beispiel sind Phosphat, Natrium, Magnesium, Calcium, Eisen, Molybdän und Kupfer in geringer Konzentration für das Wachstum notwendig (verschiedene Autoren in Sharma & Ahlert 1977).
  6. Wenn Tiere in das Aquarium eingebracht werden, muss dieses in kleinen Schritten erfolgen. Nie den endgültigen Besatz auf einmal in das Becken einsetzen. Mit der Fütterung muss ebenfalls sehr sparsam begonnen werden, da auch in diesem Fall die Bakterien sich erst an die höhere Belastung gewöhnen müssen.
  7. Bei der Säuberung der Filter sollte immer nur ein Teil des Filtermaterials gereinigt werden. Dabei ist zu beachten, daß nur klares Wasser mit der gleichen Temperatur, wie sie im Aquarium herrscht, zum Spülen verwendet wird. Untergetauchte Filter (Topffilter) sollten nie über mehrere Stunden mit Wasser gefüllt außer Betrieb sein, da sonst Faulprozesse einsetzen können. Sie verändern die mühsam aufgebaute Bakterienpopulation in ihrer Zusammensetzung ungünstig.
  8. Bei Benutzung von Medikamenten sollten die Konzentrationen von Ammonium / Ammoniak und Nitrit genau verfolgt werden. Nitrifizierende Bakterien werden von den meisten Medikamenten in ihrer Abbauleistung oder im Wachstum gehemmt oder sogar getötet. Überschreiten die Wasserwerte (NH4+, NO2-) die Toleranzgrenze, müssen sofort Gegenmaßnahmen eingeleitet werden (mehrere Wasserwechsel; wenn möglich Fütterung einstellen, bis die Werte sich normalisiert haben).

Die wichtigste Regel jedoch ist, jede Schwankung der Wasserparameter zu vermeiden. Temperatur, pH-Wert und insbesondere der Futtereintrag dürfen nur sukzessiv verändert werden (Ausnahme: Zucht), damit die sich nur langsam anpassenden Nitrifikanten die Chance erhalten, das Ammoniak vollständig zum Nitrat zu oxidieren. Nach Urlaubszeiten darf mit der Fütterung ebenfalls nur langsam begonnen werden.

Ist eine plötzliche Veränderung unvermeidbar, sollten die Konzentrationen an Ammonium / Ammoniak und Nitrit über mindestens 6 Tage beobachtet werden. Steigen die Konzentrationen dieser Parameter an, sind Gegenmaßnahmen (s.o.) einzuleiten, damit der Tierbestand nicht gefährdet wird.

Prof. Dr. C.J. Soeder und Dr. J. Groeneweg danke ich für die Erlaubnis, einige Forschungsergebnisse, die im Rahmen meiner Diplomarbeit am Forschungszentrum Jülich GmbH, KFA in Jülich erzielt wurden, zu veröffentlichen.

Literatur

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